小核仁RNA相关的长链非编码RNA家族的发现与功能研究

邢宇航1 陈玲玲1,2*
(1中国科学院上海生命科学研究院生物化学与细胞生物学研究所, 上海 200031;
2上海科技大学生命科学与技术学院, 上海 201210))
 
 

陈玲玲, 中国科学院上海生命科学研究院生物化学与细胞生物学研究所研 究员、博士生导师, 从事长链非编码RNA(lncRNA)代谢与功能研究。2011 年回国以来, 主要集中于新型lncRNA家族的发现、自身加工代谢机制及 其在细胞核结构和功能调控等领域开展前沿性探索, 在Cell、Nat Rev Mol Cell Biol、Mol Cell等期刊发表责任作者论文30余篇。入选霍华德?休斯 国际研究员(HHMI International Research Scholar)、基金委国家优秀青年基 金和中组部万人计划“青年拔尖人才”; 曾获中国青年女科学家奖、全球华人 生物学家协会青年研究员奖(CBIS Young Investigator Award)等。目前担任国 际期刊Trends in Genetics、Genome Biology和Journal of Biological Chemistry 的编委。 

 
 
大规模基因组以及转录组测序分析表明, 人类的基因组中大于75%的部分为转录活跃区 域, 而这些活跃区域转录产物绝大部分由非编码 RNA(noncoding RNA, ncRNA)组成[1-2]。非编码RNA 是一类能够被正常转录产生但并不翻译为蛋白质 的RNA。非编码RNA可以分为“持家”非编码RNA、 短链非编码RNA、长链非编码RNA(long noncoding RNA, lncRNA)等。“持家”非编码RNA包括转运 RNA(tRNA)、核糖体RNA(rRNA)与小核仁RNA(small nucleolar RNA, snoRNA)等。短链非编码RNA包括 microRNA(miRNA)、小干扰RNA(small interfering RNA, siRNA)和piwi相互作用的RNA(Piwi-interacting RNA, piRNA)[3]。长链非编码RNA则是指长度大于 200个核苷酸但是不编码功能性蛋白或者多肽的一类 RNA分子[4]。越来越多的研究表明, 长链非编码RNA 在基因转录调控以及转录后加工等多个方面参与细 胞的生命活动[5-7]。大部分长链非编码RNA的结构与 mRNA相似, 均含有5′端的m7G(7-methyl guanosine) 帽子以及3′端的poly(A)尾巴。

snoRNA是一类长度为70~200个核苷酸的保 守的非编码RNA, 定位于核仁或者Cajal body中, 参 与rRNA转录后修饰过程。哺乳动物中大部分的 snoRNA来自于编码基因的内含子, 由mRNA成熟 过程中被剪切下的内含子经脱分支和核酸外切酶 作用而形成。snoRNA根据功能和结构可以分为 两类, 即box C/D和box H/ACA snoRNA。snoRNA 通过与特定蛋白相结合, 形成小核仁核糖核蛋白复 合物(small-nucleolar ribonucleoprotein complexes, snoRNPs)来行使相应功能[8-9]。我们实验室通过 前期创建的无poly(A)尾转录组分离纯化和高通 量RNA测序技术[10]发现了一系列结构特殊的长链 非编码RNA, 其中包括两端以snoRNA结尾的snolncRNAs( snoRNA-related lncRNAs)[11-12]以及5′端为 snoRNA而3′端则是poly(A)尾巴的SPAs(5′ snoRNA capped and 3′ polyadenylated lncRNAs)[13]。本文主要 围绕这几类新发现并均含有snoRNA的长链非编码RNA介绍相关进展。

1 两端以box C/D snoRNA结尾的snolncRNAs 加工机制与功能
小胖威利综合征(Prader-Willi syndrome, PWS) 是一种15号染色体异常的基因遗传疾病, 临床表现 为发育迟缓、智能障碍、食量增加以及性腺发育不 良等[14]。我们通过在人源胚胎干细胞H9中进行无 poly(A)尾转录组分离的RNA测序发现了在15q11- q13印记区域的无poly(A)组分中有较高表达水平的 5条长链非编码RNA。这些长链非编码RNA两端均 以box C/D snoRNA结尾, 因此, 我们将其命名为snolncRNAs 。sno-lncRNAs本身并没有独立的基因启动子, 而是来源于SNRPN(small nuclear ribonucleoprotein polypeptide N)基因转录本的内含子区域。随后, 我 们利用Northern blot技术验证了sno-lncRNAs在多种 人细胞中表达, 并发现sno-lncRNAs两端的snoRNA 可以结合相应的蛋白形成snoRNP复合物, 而正是这 些snoRNP复合物使sno-lncRNAs稳定存在。我们利 用DNA/RNA荧光原位杂交(DNA/RNA fluorescence in situ hybridization, DNA/RNA FISH)技术对snolncRNAs 在人源胚胎干细胞中的定位进行了检测。 结果发现, sno-lncRNAs定位于细胞核内的自身转 录位点附近, 与经典的box C/D snoRNA的细胞内 定位有所差异。进一步的研究发现, sno-lncRNAs 在细胞核中可以与剪接因子RBFOX2(RNA binding protein fox-1 homolog 2)结合。利用反义寡核苷酸 技术(antisense oligodeoxynucleotides, ASO)对snolncRNAs 进行敲除发现, RBFOX2所调控的相关基因 的剪接形式发生了改变, 说明sno-lncRNAs可以通过 与RBFOX2结合来影响其调控pre-mRNA剪接的功 能。根据上述实验结果可推测, 在正常个体发育早期 的细胞中, sno-lncRNAs在细胞核内可以充当“分子海 绵”来“吸附”RBFOX2, 使其发挥正常功能; 而在PWS 病人的细胞中则缺少sno-lncRNAs的表达, 这种缺失 造成了RBFOX2在细胞核内的散乱分布, 从而改变了相关基因的可变剪接, 最终可能导致了PWS疾病的 发生。我们的研究发现了一类全新的结构独特的长 链非编码RNA家族, 并解释了其独特的生成加工机 制, 拓展了人们对于长链非编码RNA的认识。另外, PWS是一类多系统紊乱的疾病, 疾病成因复杂, 其病 理机制至今仍未被阐明。PWS病人细胞中缺失snolncRNAs, 对这种疾病特异性缺失的长链非编码RNA 的功能研究有助于更加深入地了解PWS的病理机制, 同时也为今后针对PWS的治疗提供了理论基础。

2 对sno-lncRNAs的物种特异性分析及其 特性的应用研究

临床研究表明, 大于70%的PWS病人是由chr15q11 -q13染色体缺失所导致的, 但是现有的小鼠PWS 基因区域缺失模型不能完全模拟人PWS的临床症 状。我们在可导致PWS的最小染色体缺失区域中 发现了5个可转录产生sno-lncRNAs的基因。通过比 较人、猴、小鼠的无poly(A)转录组发现, PWS区域 sno-lncRNAs仅在灵长类动物中表达, 而在小鼠转录 组中不表达[15]。尽管组成sno-lncRNAs的snoRNA基 因在这3个物种中均保守存在, 但是这个区域的可 变剪接具有物种特异性: 在人类基因组中, 可变剪 接导致单内含子中存在2个snoRNAs, 因此可以形 成sno-lncRNAs; 而在小鼠基因组中, 单内含子仅有 1个snoRNA, 因此不能形成sno-lncRNAs。该项工作 发现, 多内含子snoRNA通过可变剪接形成熟的snolncRNAs 并具有物种特异性, 揭示了人类特异的PWS 区域sno-lncRNAs在疾病发生中可能的重要性, 也提 示PWS小鼠模型不能很好地模拟人类疾病的原因可 能是由于这些进化不保守的长链非编码RNA。

如同研究蛋白一样, 研究lncRNA功能也需要 通过质粒载体将其在细胞内过表达。然而, 目前已 有的真核表达载体多数是用来表达编码基因的, 载 体上含有转录元件、翻译元件和一些促进核质运 输的元件。因此, 这些载体表达的转录本就会按照 mRNA的方式进行加工并且运到细胞质中。使用这 些载体外源表达一些仅定位在细胞核中的lncRNA 时, 这些 RNA也经常会被运到胞质里, 对上述现有 技术中所存在的问题, 利用sno-lncRNAs分子不含5′ 帽子和3′尾巴并可以滞留在细胞核中的特征, 我们 研发了snoVector质粒表达体系用于表达细胞核内的 lncRNA[16]。该载体可以表达基因组中不同来源的RNA, 并将其滞留在细胞核内。例如, 利用snoVector 表达细胞核的一条lncRNA NEAT1(nuclear enriched abundant transcript 1), 不仅使之滞留在细胞核内, 还具有内源NEAT1的活性, 即调控细胞核亚结构 paraspeckles的组装和功能[17]。因此, 该snoVector体系 为研究细胞核内lncRNA的功能提供了有效工具。

3 5′端为snoRNA、3′端为poly(A)尾巴的 SPAs加工机制与功能

PWS病人细胞中缺失的基因印记区域可以产 生多种snoRNA, 为了进一步探究PWS疾病形成原 因并寻找更多的与snoRNA相关的lncRNA, 我们进 行了box C/D snoRNA相应的结合蛋白Fibrillarin的 RNA免疫共沉淀(RNA-immunoprecipitation, RIP)实 验。该工作使得我们发现了另外一类新型的长链 非编码RNA, 其5′端是box C/D snoRNA而非经典的 m7G帽子, 3′端则是poly(A)尾巴, 我们将其命名为 SPAs。在人源胚胎干细胞中, SPA1和SPA2是两条表 达丰富的长链非编码RNA, 来源于PWS关键15q11- q13缺失区域。SPAs由多顺反子基因SNURF-SNRPN 转录产生, 生成过程依赖于其上游较弱的转录终止 信号、5′端snoRNA帽子以及相应蛋白因子CPSF和 XRN2。与sno-lncRNAs的细胞定位类似, DNA/RNA 荧光原位杂交显示, SPAs也定位在细胞核中其转录 位点附近, 并且可以与sno-lncRNAs定位在一起形成 聚集簇。为了深入探究SPAs的作用功能, 利用RNA pulldown的技术对其结合蛋白进行了检测。实验结 果表明, SPAs与sno-lncRNAs类似, 可以与剪接因子 TDP43、RBFOX2、hnRNPM结合。利用超高分辨 率三维结构照明显微镜(3D-structured illumination microscopy, 3D-SIM)对SPAs、sno-lncRNAs以及结合 相应蛋白进行了观察, 发现SPAs与sno-lncRNAs在细 胞核内形成一个半径约为1 μm的积聚小体。在此核 积聚小体内, SPAs与sno-lncRNAs结合了大量的可变剪 接调控蛋白TDP43、RBFOX2、hnRNPM。随后, 利 用基因编辑技术对SPAs进行敲除发现, SPAs的缺失影 响了TDP43、RBFOX2、hnRNPM等蛋白与一部分 pre-mRNA的结合, 进而影响了相应基因的可变剪接。 由于SPAs产生于PWS的核心基因缺失区域, 这些RNA 分子的表达缺失可能与PWS的发生、发展密切相关。 因此, SPAs的研究为探索PWS的致病机理奠定了重要 的理论基础。

4 两端为box H/ACA结尾的SLERT加工 机制与功能

通过对前期创建的无poly(A)尾转录组测序和 分析, 我们还发现了另外一条全新的sno-lncRNA, 该 lncRNA两端以box H/ACA snoRNA(图1A), 我们将 其命名为SLERT(snoRNA-ended lncRNA enhances pre-ribosomal RNA transcription)。SLERT全长为694 个核苷酸, 位于人七号染色体TBRG4(transforming growth factor beta regulator 4)基因的第3个内含子中, 由pre-RNA可变剪接生成。为了研究SLERT的定位 情况, 我们进行了人卵巢癌PA1细胞的核质分离实 验, 发现SLERT位于细胞核的核仁中(图1B)。随后, 我们对SLERT原位FISH以及细胞核仁蛋白Nucleolin 免疫染色发现, 两者在细胞中位置基本一致(图1C), 进一步证实了SLERT定位在细胞核的核仁中。由于 很大一部分snoRNA同样定位在核仁中, 我们猜想, SLERT的定位可能与其两端snoRNA相关。随后, 我 们构建了两端snoRNA部分缺失的SLERT, 并将之转入细胞中进行定位观测, 最终发现snoRNA被破坏的 SLERT散乱分布在细胞核中(图1D), 证明了SLERT在 细胞核核仁中的定位由其两端的snoRNA介导。


A: 人源胚胎干细胞H9的RNA测序结果以及Northern blot验证SLERT存在; B: 人源卵巢癌细胞PA1的核质分离; C: SLERT以及核仁蛋白Nucleolin
在PA1细胞中的的染色; D: SLERT以及其突变体与核仁蛋白Nucleolin在人源宫颈癌细胞HeLa中的的染色。
A: RNA-seq data of H9 cells and Northern blot detected SLERT in H9 and PA1 cells; B: subcellular fractionation of PA1 cells; C: co-staining of SLERT
and Nucleolin in PA1 cells; D: co-staining of SLERT mutant and Nucleolin in HeLa cells.
图1 SLERT的发现及特性研究(根据参考文献[12]修改)
Fig.1 Identification of box H/ACA sno-lncRNA SLERT (modified from reference [12])

A: SLERT敲除导致了pre-rRNA表达量的下降; B: SLERT结合蛋白的鉴定; C: SLERT143在体外可与DDX21直接结合。*表示DDX21单体, **表示 DDX21多聚体, 箭头表示RNA单体。 A: SLERT knockout (KO) reduced the steady-state level of pre-rRNA; B: identification of proteins associated with SLERT; C: SLERT143 interacted with DDX21 in vitro. One and two asterisks denoted monomer and multimer status, respectively, and the arrow without any asterisk indicated RNA-only. 图2 SLERT增强了pre-rRNA的转录并与DDX21相结合(根据参考文献[12]修改) Fig.2 SLERT enhances pre-rRNA transcription and is associated with DDX21 (modified from reference [12])

为研究SLERT的功能, 我们利用CRISPR/CAS9 基因编辑技术对SLERT进行敲除。由于SLERT定 位于细胞核的核仁中, 而核仁是RNA聚合酶I(RNA polymerase I, Pol I)转录生成核糖体RNA的场所, 我 们猜测, SLERT可能参与了这个过程。利用Northern blot的实验方法在SLERT KO的细胞株中检测核糖 体前体RNA(pre-rRNA)发现, pre-rRNA的表达大幅 下降(图2A), 表明SLERT在正常人细胞中可以促进 Pol I转录。为阐明SLERT在Pol I转录中的作用, 我 们利用了tRSA pulldown的方法对其结合的蛋白进 行了检测, 发现DDX21可与其相结合。DDX21是一 类RNA解旋酶[18], 最近有报道其与rRNA的生成加 工相关[19]。随后, 我们利用Western blot的实验方法 对质谱结果分析进一步验证了SLERT与DDX21的 结合(图2B)。另外, 体外纯化蛋白DDX21与SLERT的凝胶迁移实验(electrophoretic mobility shift assay, EMSA)证明, SLERT可以与DDX21直接结合(图2C)。

目前, 人们对于DDX21功能还知之甚少, 为了 探究DDX21在pre-rRNA转录中的作用, 我们首先 采用了3D-SIM技术对其在细胞中的定位进行观 察。令人惊奇的是, DDX21在PA1细胞的核仁中呈 现出直径约为400 nm的环状排布(图3A), 而当用 Pol I转录抑制剂actinomycin D处理细胞之后, 这些 环状结构也随之消失, 提示DDX21的环状排布可能 与Pol I转录相关。随后, 我们将DDX21与Pol I的大 亚基RPA194共同染色, 3D-SIM观察结果显示, Pol I 处于DDX21环状结构的中央(图3B), 提示DDX21可 能与Pol I相互作用。后续的蛋白免疫共沉淀实验 (Co-immunoprecipitation, Co-IP)也证实了这一点(图 3C)。我们利用shRNA技术对DDX21蛋白进行了敲 除操作(图3D), 发现DDX21缺失后细胞的pre-rRNA 的表达水平相比对照组有了明显上升(图3E), 提示 DDX21通过结合Pol I来抑制转录。

A: DDX21在核仁中形成环状排布; B: Pol I位于DDX21环的中心区域; C: 在PA1细胞中, DDX21可以与Pol I结合; D: 利用shRNA对DDX21蛋白 进行敲除; E: DDX21的敲除导致了pre-rRNA表达量的增加, **P<0.01。 A: DDX21 forms ring-shaped structures in the nucleolus; B: the Pol I complexes are located within DDX21 rings; C: DDX21 interacts with RPA194 in PA1 cells; D: DDX21 knockdown by two different shRNAs; E: DDX21 knockdown led to enhanced steady-state levels of pre-rRNAs, **P<0.01. 图3 DDX21在核仁中成环状排布并抑制Pol I的转录(根据参考文献[12]修改) Fig.3 DDX21 forms ring-like structures and inhibit Pol I transcription (modified from reference [12])

为阐释SLERT、DDX21以及Pol I在转录调控 过程中的关系, 我们在SLERT敲除以及过表达细胞中对DDX21环的直径大小以及pre-rRNA生成量进 行了统计。结果表明, SLERT表达量越多, 相应的 DDX21环的直径越长, 而pre-rRNA的生成也随之增 加(图4A)。这说明, SLERT是通过改变DDX21环直 径的长度来调控Pol I的转录。进一步的荧光能量共 振转移(F?rster resonance energy transfer, FRET)实验 证明, SLERT可以改变单个与之结合的DDX21的分 子构象(图4B), 从而起到调控DDX21环状排布的作 用。另外, 在SLERT敲除的细胞中进行蛋白免疫共 沉淀实验表明, 在缺少SLERT的情况下, DDX21与 Pol I的结合更加紧密(图4C), 抑制转录的效果更强。

有研究表明, 很多肿瘤的发生都与rRNA的异 常有关[20-21], 而SLERT能够促进rRNA的产生[12], 提示 SLERT可能与肿瘤发生相关。将SLERT敲除的细胞 注射到裸鼠背部并使其生长, 我们发现, SLERT的缺 失可以抑制小鼠的体外的肿瘤生长, 使肿瘤体积减 小(图4D)及体重减轻(图4E), 这表明SLERT通过调控 Pol I转录而对肿瘤生成起到促进作用。

本研究首次在人类细胞中发现了可以调控Pol I 转录的长链非编码RNA, 并阐释了此RNA独特的改变DDX21蛋白构象的功能, 拓展了长链非编码RNA的 作用机制。该研究通过多种实验手段揭示了DDX21 环直径的大小对于Pol I转录的调控机制以及SLERT对 DDX21环的控制作用, 以崭新的视角揭示了Pol I转录 的新机制, 为进一步研究核仁结构及功能提供了新的 方向, 同时, 也为针对Pol I转录的肿瘤靶向治疗提供 了新的靶标。

5 总结与展望
通过对哺乳动物转录组包括无poly(A)尾RNA转 录组的分离纯化分析, 我们发现了一系列分子末端 含有snoRNP特殊结构的新型长链非编码RNA分子家 族, 揭示了哺乳动物细胞转录组的复杂性。这些含有 snoRNA结构的新型长链非编码RNA结构特殊, 其产 生具有物种特异性, 并且在人细胞中表达量非常丰 富, 提示这些RNA分子在人类细胞功能中可能扮演着 极为重要的角色。更为重要的是, 这些新的长链非编 码RNA分子与细胞核仁Pol I转录调控偶联的肿瘤发 生以及小胖威利综合征等人类疾病密切关联。总之,我们的研究初步解析了这些疾病相关的长链非编码 RNA的加工生成机制及作用功能, 为进一步认识人类 疾病的发生、发展提供了新的研究思路, 也为相关疾 病的治疗奠定了理论基础。随着今后生物学技术方 法的不断完善发展以及对人类转录组进行更加深入 的分析和研究, 未来人们有望发现更多新类型的特殊 长链非编码RNA。这些曾经被称为“转录组垃圾”的 RNA分子很可能以不同的形式更加广泛地参与到细 胞的各种层次调控中去, 拓展并加深人们对于正常生 命活动以及疾病发生的认识与理解。

A: SLERT表达量、DDX21环的大小以及pre-rRNA的产量之间呈正相关性; ns: 差异性不显著; B: SLERT结合DDX21并改变其单个分子构象; C: SLERT的缺失导致DDX21与Pol I结合增强; D、E: 利用SLERT敲除细胞进行裸鼠体外成瘤实验。 A: the positive correlation of SLERT expression, DDX21 ring size, and pre-rRNA production; ns: not significant; B: binding of SLERT induces conformational change of individual DDX21 molecules; C: SLERT depletion leads to increased interaction between DDX21 and RPA194; D,E: Xenograft assay of SLERT knockout (KO) cells in nude mouse. 图4 SLERT通过控制DDX21环的大小来促进Pol I的转录并促进肿瘤生成(根据参考文献[12]修改) Fig.4 SLERT promotes Pol I transcription and tumorigenesis by controlling the sizes of DDX21 ring-shaped structures (modified from reference [12])

参考文献 (References)
1 Djebali S, Davis CA, Merkel A, Dobin A, Lassmann T, Mortazavi A, et al. Landscape of transcription in human cells. Nature 2012; 489(7414): 101-8.

2 Hangauer MJ, Vaughn IW, McManus MT. Pervasive transcription of the human genome produces thousands of previously unidentified long intergenic noncoding RNAs. PLoS Genet 2013; 9(6): e1003569.

3 Chen LL, Carmichael GG. Long noncoding RNAs in mammalian cells: what, where, and why? Wiley Interdiscip Rev RNA 2010; 1(1): 2-21.

4 Ulitsky I, Bartel DP. lincRNAs: genomics, evolution, and mechanisms. Cell 2013; 154(1): 26-46.

5 Chen LL. Linking long noncoding RNA localization and function. Trends Biochem Sci 2016; 41(9): 761-72.

6 Quinn JJ, Chang HY. Unique features of long non-coding RNA biogenesis and function. Nat Rev Genet 2016; 17(1): 47-62.

7 Wu H, Yang L, Chen LL. The diversity of long noncoding RNAs and their generation. Trends Genet 2017; 33(8): 540-52.

8 Bratkovic T, Rogelj B. Biology and applications of small nucleolar RNAs. Cell Mol Life Sci 2011; 68(23): 3843-51.

9 Watkins NJ, Bohnsack MT. The box C/D and H/ACA snoRNPs: Key players in the modification, processing and the dynamic folding of ribosomal RNA. Wiley Interdiscip Rev RNA 2012; 3(3): 397-414.

10 Yang L, Duff MO, Graveley BR, Carmichael GG, Chen LL. Genomewide characterization of non-polyadenylated RNAs. Genome Biol 2011; 12(2): R16.

11 Yin QF, Yang L, Zhang Y, Xiang JF, Wu YW, Carmichael GG, et al. Long noncoding RNAs with snoRNA ends. Mol Cell 2012; 48(2): 219-30.

12 Xing YH, Yao RW, Zhang Y, Guo CJ, Jiang S, Xu G, et al. SLERT regulates DDX21 rings associated with Pol I transcription. Cell 2017; 169(4): 664-78.

13 Wu H, Yin QF, Luo Z, Yao RW, Zheng CC, Zhang J, et al. Unusual processing generates SPA lncRNAs that sequester multiple RNA binding proteins. Mol Cell 2016; 64(3): 534-48.

14 Cassidy SB, Schwartz S, Miller JL, Driscoll DJ. Prader-Willi syndrome. Genet Med 2012; 14(1): 10-26.

15 Zhang XO, Yin QF, Wang HB, Zhang Y, Chen T, Zheng P, et al. Species-specific alternative splicing leads to unique expression of sno-lncRNAs. BMC Genomics 2014; 15: 287.

16 Yin QF, Hu SB, Xu YF, Yang L, Carmichael GG, Chen LL. SnoVectors for nuclear expression of RNA. Nucleic Acids Res 2015; 43(1): e5.

17 Chen LL, Carmichael GG. Altered nuclear retention of mRNAs containing inverted repeats in human embryonic stem cells: Functional role of a nuclear noncoding RNA. Mol Cell 2009; 35(4): 467-78.

18 Valdez BC, Henning D, Perumal K, Busch H. RNA-unwinding and RNA-folding activities of RNA helicase II Gu–two activities in separate domains of the same protein. Eur J Biochem 1997; 250(3): 800-7.

19 Calo E, Flynn RA, Martin L, Spitale RC, Chang HY, Wysocka J. RNA helicase DDX21 coordinates transcription and ribosomal RNA processing. Nature 2015; 518(7538): 249-53.

20 Peltonen K, Colis L, Liu H, Trivedi R, Moubarek MS, Moore HM, et al. A targeting modality for destruction of RNA polymerase I that possesses anticancer activity. Cancer Cell 2014; 25(1): 77-90.

21 Nguyen le XT, Raval A, Garcia JS, Mitchell BS. Regulation of ribosomal gene expression in cancer. J Cell Physiol 2015; 230(6): 1181-8.

此内容已有4425人浏览

您是第 位访问者,欢迎!
主 办:中国科学院上海生命科学研究院生物化学与细胞生物学研究所 中国细胞生物学学会
协办: 上海国联干细胞技术有限公司 上海赛傲生物技术有限公司
地 址:上海徐汇区岳阳路319号31号楼A楼303室 邮编:200031 电话:021-54920950 / 2892 / 2895 Email:cjcb@sibs.ac.cn
沪ICP备05017545号