多年生草本植物开花的分子机理

周川苗 王佳伟*
中国科学院上海生命科学研究院植物生理生态研究所, 植物分子遗传国家重点实验室, 上海 200032
 
 

王佳伟, 中国科学院上海生命科学研究院植物生理生态研究所研究员, 博士 生导师。2005年毕业于上海生命科学研究院植物生理生态研究所, 获植物分 子遗传学博士学位。2005年至2011年在德国马普发育生物学研究所从事博 士后研究。王佳伟研究员主要从事植物小分子RNA的功能研究, 鉴定了调控 植物生长发育的年龄途径。从事科研工作以来共发表研究论文16篇, 代表性 研究成果发表在Cell、Science、eLife、PNAS、Plant Cell和Plos Genetics等国 际核心期刊上。2012年在Plant Cell上发表论文, 解析了赤霉素诱导植物开花 的分子机理。2013年在eLife杂志上报道, 糖是植物的体内年龄途径的上游调 控因子。最近, 在Science杂志上发表了关于多年生草本植物开花机理的最新 研究成果(Zhou CM, et al. Science, 2013)。2012年, 王佳伟研究员获得中组部 “青年千人计划”、国家基金委“优秀青年基金”和上海市科委“浦江人才计划” 支持。

 
 
万千的自然环境造就了万千的植物种类, 而各 种植物的开花又具有多样性。不同的植物可以在一 年中不同的季节开花, 还可以在一天中不同的时间 开花。植物按照开花次数来分类, 可以分为单次开 花和多次开花植物。单次开花植物例如竹子, 一生 只开一次花, 然后全株死亡; 多次开花植物可以在每 年的固定时间开花。植物按照生活周期来分类, 可 以分为一年生(annual)、二年生(biennial)及多年生 植物(perennial)。一年生植物在一年内完成生命过程, 然后全株死亡。多年生植物生活周期比较长, 一般 为两年以上[1-3]。

植物由营养生长到生殖生长的转换, 称为开花 诱导, 它直接影响着植物能否正常地繁衍后代, 并直 接关系到农作物的产量。在进化过程中, 植物产生 出一套适应机制, 在外界环境最适宜的条件下开花 结果。通过对一年生植物拟南芥的研究, 目前鉴定 了5条开花途径。春化和光周期途径对外源的环境信号作出反应, 从而调节开花; 而自主、赤霉素和年 龄途径感知内源信号, 影响开花。在不断变化的外 部环境条件和内部生理条件下, 这些途径通过一些 主要的整合基因如SOC1、FT和LFY等实现了对拟 南芥开花时间的精确调控[4-10]。

温度和光照是影响植物开花的最重要的外界 环境因素。大多数冬性一年生或者二年生植物在 种子萌动期或营养生长初期必须经过一定时期的 低温处理(通常为4 °C, 2~8周)才能开花。这一低 温处理一定时期而促进植物开花的作用称为春化 作用(vernalization)。近年来, 通过对拟南芥的研 究, 人们发现FLOWERING LOCUS C(FLC)基因是 受春化途径调控的主要基因。FLC编码MADS-box 转录因子, 是开花时间调控中的抑制因子[11]。FLC 在顶端分生组织和维管组织中分别结合到FLOWERING LOCUS T(FT)和SUPPRESSOR OF OVEREXPRESSION OF CONSTANS 1(SOC1)启动子的CArG 盒抑制它们的表达, 从而抑制花分生组织决定基因 延迟植物成花[12-13]。作为开花途径中的一个关键因 子, FLC的表达不但受来自环境和生长发育的信号调控, 而且非编码RNA同样参与到FLC在春化中的 表观遗传学修饰, 其中就包括FLC的反向转录本、 内含子上的非编码RNA以及反向转录本启动子区域 的短RNA[14-16]。

光周期是指一天之中, 白天和黑夜的相对长 度。作为兼性长日照植物拟南芥, 长日照条件可以 促进其开花。在长日照条件下, 植物的叶片在接收 到光周期信号后, 转录因子CONSTANS(CO)会快速 积累, 从而激活成花素基因FT的表达促进开花。而 在短日照条件下, CO蛋白不能快速积累激活FT, 从 而抑制开花[17-23]。

年龄和植物激素途径是调控拟南芥开花的重 要内源信号。其中, 植物年龄途径是由一个小分子 RNA(microRNA, miRNA)—miR156调控的。mi- RNA是一类长度约为21 nt、具有基因表达调控能力 的非编码的RNA。miR156是目前已知的植物年龄 途径中最上游的调控分子, 它是介导年龄与植物生 长发育的重要中介分子[10]。miR156的表达受到年 龄调节, 其含量随着植物的生长而逐渐降低, 它的靶 基因SQUAMOSA PROMOTER BINDING PROTEINLIKE( SPL)类转录因子的积累则呈现逐渐上升的趋 势。SPL可以直接激活SOC1、FUL和AP1等MADSbox 基因的表达诱导植物开花[10]。miR156的靶基因 SPL9还可以结合到miR172的启动子上促进其表达, 而miR172通过下调AP2类开花抑制因子的表达促进 开花[24]。

赤霉素(gibberellin, GA)是调控植物生长发育 的重要激素之一。在拟南芥中, GA是短日照条件 下开花诱导的关键因子。GA通过与受体蛋白GIBBERELLIN INSENSITIVE DWARF1(GID1)结合, 促进转录调节蛋白DELLA的泛素化降解, DELLA 蛋白包括REPRESSOR OF GA1-3 1(RGA), GA INSENSITIVE(GAI), RGA-LIKE1(RGL1)、RGL2和 RGL3[25-27]。GA可以通过激活MADS-box基因和LFY的 表达调控开花。最近的研究发现, DELLA可以和SPL 相互作用, DELLA与SPL异源二聚体的形成降低了 SPL的转录激活活性, 导致下游基因miR172、FUL和 SOC1的激活受到阻遏, 进而延迟了植物的开花[28]。

拟南芥开花的途径并不是孤立的, 而是根据外 部环境条件和拟南芥内在生理条件的变化, 通过控 制一些开花途径的关键整合因子, 激活或抑制下游 花序分生组织基因和花器官基因的表达, 从而使植物适应环境条件和自身生理条件的变化, 最大程度 上优化其生长及发育的需要。目前, 对一年生植物 拟南芥开花途径已经有了比较清楚的了解, 最近对 多年生植物开花调控的分子机理有了新的认识。

高山南芥(Arabis alpina)是一种多年生的草本, 拟南芥FLC的同源基因PERPETUAL FLOWERING 1 (PEP1)调控了高山南芥开花和春化反应。与拟南芥 FLC不同, PEP1仅短暂地被低温抑制, 当植株开花 后会被重新激活[29]。但是对于高山南芥的研究并没 有揭示内源信号途径(如: 年龄途径)对多年生植物 开花调控的贡献。由于多年生植物大多具有生长周 期长, 遗传转化困难等缺点, 我们试图寻找一种新的 适合研究多年生的模式植物。最终, 我们找到一种 称为弯曲碎米芥的多年生草本, 研究内源途径中年 龄途径对开花的贡献及其与其他开花途径的整合。

弯曲碎米荠(Cardamine flexuosa), 属于十字花 科碎米荠属, 广泛分布于欧洲和亚洲各地, 是多年 生草本。弯曲碎米荠具有以下优点: (1)生长周期快: 从种子萌发到种子成熟约5个月; (2)植物体型小, 易 于实验室操作; (3)稳定的遗传: 弯曲碎米荠是自花 授粉植物; (4)简单高效的遗传转化方式: 弯曲碎米 荠和拟南芥一样, 可以通过浸花法进行遗传转化[30]; (5)与拟南芥基因组的类似性: 弯曲碎米荠同拟南芥 同属于十字花科, 但是却有着明显不同的生活习性, 是比较基因组研究的良好材料。因此, 我们选取弯 曲碎米芥为研究对象。

在实验室温室种植时我们发现, 弯曲碎米芥的 成花诱导需要春化。不经历春化, 弯曲碎米芥则一 直处于营养生长期, 不会抽薹开花。在拟南芥中, FLC是春化途径的关键负调控因子。于是我们首先 利用同源基因克隆的方法, 克隆了弯曲碎米芥中的 FLC(CfFLC)。与野生型相比, CfFLC敲除的转基因 植株不经历春化即可开花。这个结果表明, CfFLC 也是调控春化反应的关键基因。基因表达分析显 示, CfFLC的表达量在春化之前处于一个较高的水 平, 春化之后, CfFLC的表达量明显降低, 但是随着 时间的推移, CfFLC的表达量逐渐上升到春化之前 的水平。这一点在一年生拟南芥和多年生弯曲碎米 芥中是不一样的。在拟南芥中, FLC的表达在春化 之后降到较低的水平, 并且会维持在较低的水平。 CfFLC的这种表达模式与弯曲碎米芥多年生的习性 是相吻合的。

实验中另一个有趣的现象是: 弯曲碎米芥对低 温的感受是依赖于年龄的。幼年的弯曲碎米芥(1~2 周)即使经历春化, 仍不会开花; 只有成年(大于4周) 的植株才能感受低温, 出现正常的春化反应。这一 现象使我们猜想, 年龄途径很可能参与弯曲碎米芥 的春化反应, 于是我们开始探索年龄途径和春化 途径的关系。已有的研究表明, miR156是目前已 知的年龄途径最上游的调控因子。在弯曲碎米芥 中, miR156的含量随着年龄的增加逐渐降低, 它的 靶基因CfSPL9的表达量逐渐上升。这个结果表明, miR156是一类进化上非常保守的小分子RNA。为 了进一步的功能分析, 我们首先构建了miR156上 调和下调的转基因植株。研究发现, 不经历春化, miR156上调和下调的转基因植株都不会开花。但是, miR156下调的转基因植株呈现出明显的成年态化, 幼年(生长1周)的植株即可出现正常的春化反应, 抽 薹开花; 与之相反, miR156上调的转基因植株则呈 现出幼态化, 即便是生长10周的植株仍然对春化反 应不敏感。因此, 年龄途径的miR156设定了春化反 应的敏感性阈值。

在拟南芥中, SOC1是开花整合基因之一。过 量表达弯曲碎米芥的SOC1(CfSOC1)可以不经历 春化即可开花, 表明CfSOC1位于春化途径的下游。 CfSOC1的表达与CfFLC的表达在春化前后呈现出 相反的趋势。幼年和成年的弯曲碎米芥春化前后, CfFLC的表达量都会明显降低, 但是CfSOC1的表达 却明显不同。成年的弯曲碎米芥春化之后, CfSOC1 的表达量明显升高, 而幼年的植株经历春化后, Cf- SOC1的表达量没有变化。我们推测, 幼年的弯曲碎 米芥对春化作用不敏感是因为无法激活下游整合 基因CfSOC1的表达, 而不是对春化途径的负调控因 子CfFLC的抑制。春化前后, CfFLC的表达水平变 化趋势不因miR156的上调或下调而发生变化, 但是 CfSOC1的表达水平变化却随着miR156含量的高低 发生改变。生长1周的miR156下调的转基因植株与 野生型相比, CfSOC1的表达水平在春化之后明显升 高; 而生长5周的miR156上调的转基因植株与野生 型相比, CfSOC1的表达水平在春化之后没有明显变 化。

在拟南芥中, miR156通过miR172促进幼年期到 成年期的转换[24,31]。在弯曲碎米芥中, miR172的含 量随着年龄的增长而逐渐增加。过量表达miR172的转基因植株对春化呈现出不同程度的反应。高表 达miR172的转基因碎米芥可以不经过春化即可开 花。遗传分析表明, miR172与CfFLC处于不同的开 花途径平行调控开花。


FLC的表达(红色)感受温度变化, 呈现四季振荡状态。其含量在每年的冬天来临之间最高,过冬之后,其含量降至最低。miR156(绿色)感受植物的年龄, 其含量逐渐下降。黄色圆圈代表首次开花时间。弯曲碎米荠的首次开花需要FLC和miR156的含量同时降低到开花阈值线(紫色)以下。在此之前, 弯曲碎米荠处于营养生长期, 而此之后则在每年的春天开花。
The expression of FLC (red line) is oscillating, with the highest level before winter and lowest level in spring. miR156 (green line) is regulated by age. The level of this miRNA is gradually decreased. The first flowering (yellow circle) of C. flexuosa occurs when the levels of FLC and miR156 are below the flowering threshold (violet dot line). C. flexuosa stays in vegetative phase before the first flowering, whereas it shows typical polycarpic growth habit afterwards.
图1 年龄和春化作用共同调控弯曲碎米荠开花时间
Fig.1 Integration of age and vernalization pathways in C. flexuosa


以上的研究结果表明, 春化途径和年龄途径共 同调控了弯曲碎米芥的初次开花(图1)。当年龄途径 的miR156含量降低到开花阈值之下, 并且同时经历 春化, 弯曲碎米芥就会初次开花。在此之后, miR156 的含量一直处于开花阈值之下, 是否开花主要取决 于CfFLC的含量, CfFLC的含量在每年的春天降到最 低, 因此弯曲碎米芥在每年的春天开花。年龄途径 和春化途径的偶联与多年生植物的生长习性密切相 关, 它可以确保植物在获得足够的生物量(即进入成 年期)后才能感受外界环境的变化, 开花结果, 繁衍 后代。尽管拟南芥中同样存在年龄途径和春化途径, 但是拟南芥并未出现年龄依赖的春化反应。这表明, 开花的多样性可能是由于不同的物种间, 不同开花 途径贡献率不同决定的。这些结果第一次阐明植物 利用年龄信号对外界环境信号作出反应并且可能影 响植物进化。
参考文献 (References)
1 Amasino R. Floral induction and monocarpic versus polycarpic life histories. Genome Biol 2009; 10(7): 228.
2 Albani MC, Coupland G. Comparative analysis of flowering in annual and perennial plants. Curr Top Dev Biol 2010; 91: 323-48.
3 Bergonzi S, Albani MC. Reproductive competence from an annual and a perennial perspective. J Exp Bot 2011; 62(13): 4415-22.
4 Samach A, Wigge PA. Ambient temerature perception in plants. Curr Opin Plant Biol 2005; 8: 483-6.
5 Kobayashi Y, Weigel D. Move on up, it′s time for change: Mobile signals controlling photoperiod-dependent flowering. Genes Dev 2007; 21(19): 2371-84.
6 Farrona S, Coupland G, Turck F. The impact of chromatin regulationon the floral transition. Semin Cell Dev Biol 2008; 19(6): 560-73.
7 Turck F, Fornara F, Coupland G. Regulation and identity of florigen: FLOWERING LOCUS T moves center stage. Ann Rev Plant Biol 2008; 59: 573-94.
8 Kim DH, Doyle MR, Sung S, Amasino RM. Vernalization: Winter and the timing of flowering in plants. Ann Rev Cell Dev Biol 2009; 25: 277-99.
9 Mutasa-Gottgens E, Hedden P. Gibberellinas a factor in floral regulatory networks. J Exp Bot 2009; 60(7): 1979-89.
10 Wang JW, Czech B, Weigel D. miR156-regulated SPL transcription factors define an endogenous flowering pathway in Arabidopsis thaliana. Cell 2009; 138(4): 738-49.
11 Michaels SD, Amasino RM. FLOWERING LOCUS C encodes a novel MADS domain protein that acts as a repressor of flowering. Plant Cell 1999; 11(5): 949-56.
12 Searle I, He Y, Turck F, Vincent C, Fornara F, Krober S, et al. The transcription factor FLC confers a flowering response to vernalization by repressing meristem competence and systemic signaling in Arabidopsis. Genes Dev 2006; 20(7): 898-912.
13 Helliwell CA, Wood CC, Robertson M, Peacock WJ, Dennis ES. The Arabidopsis FLC protein interacts directly in vivo with SOC1 and FT chromatin and is part of a high-molecular-weight protein complex. Plant J 2006; 46(2): 183-92.
14 Swiezewski S, Liu F, Magusin A, Dean C. Cold-induced silencing by long antisense transcripts of an Arabidopsis Polycomb target. Nature 2009; 462(7274): 799-802.
15 Heo JB, Sung S. Vernalization-mediated epigenetic silencing by a long intronic noncoding RNA. Science 2011; 331(6013): 76-9.
16 Turck F, Coupland G. When vernalization makes sense. Science 2011; 331(6013): 36-7.
17 Abe M, Kobayashi Y, Yamamoto S, Daimon Y, Yamaguchi A, Ikeda Y, et al. FD, a bZIP protein mediating signals from the floral pathway integrator FT at the shoot apex. Science 2005; 309(5737): 1052-6.
18 Wigge PA, Kim MC, Jaeger KE, Busch W, Schmid M, Lohmann JU, et al. Integration of spatial and temporal in formation during
floral induction in Arabidopsis. Science 2005; 309(5737): 1056-9.
19 Corbesier L, Vincent C, Jang S, Fornara F, Fan Q, Searle I, et al. FT protein movement contributes to long-distance signaling in floralinduction of Arabidopsis. Science 2007; 316(5827): 1030-3.
20 Jaeger KE, Wigge PA. FT protein acts as a long-range signal in Arabidopsis. Curr Biol 2007; 17(12): 1050-4.
21 Lin MK, Belanger H, Lee YJ, Varkonyi-Gasic E, Taoka K, Miura E, et al. FLOWERING LOCUS T protein may act as the longdistance florigenic signal in the cucurbits. Plant Cell 2007; 19(5): 1488-506.
22 Mathieu J, Warthmann N, Küttner F, Schmid M. Export of FT protein from phloem companion cells is sufficient for floralinductionin Arabidopsis. Curr Biol 2007; 17(12): 1055-60.
23 Taoka K, Ohki I, Tsuji H, Furuita K, Hayashi K, Yanase T, et al. 14-3-3 proteins act as intracellular receptors for rice Hd3a florigen.
Nature 2011; 476(7360): 332-5.
24 Wu G, Park MY, Conway SR, Wang JW, Weigel D, Poethig RS. The sequential action of miR156 and miR172 regulates developmental timing in Arabidopsis. Cell 2009; 138(4): 750-9.
25 Harberd NP. Botany. Relieving DELLA restraint. Science 2003; 299(5614): 1853-4.
26 Schwechheimer C, Willige BC. Shedding light on gibberellic acid signalling. Curr Opin Plant Biol 2009; 12(1): 57-62.
27 Murase K, Hirano Y, Sun TP, Hakoshima T. Gibberellin-induced DELLA recognition by the gibberellin receptor GID1. Nature 2008; 456(7221): 459-63.
28 Yu S, Galvao V, Zhang YC, Horrer D, Zhang TQ, Hao YH, et al. Gibberellin regulates Arabidopsis floral transition through
miR156-targeted SQUAMOSA PROMOTER BINDING-LIKE transcription factors. Plant Cell 2012; 24(8): 3320-32.
29 Wang RH, Farrona S, Vincent C, Joecker A, Schoof H, Turck F, et al. PEP1 regulates perennial flowering in Arabis alpina. Nature 2009; 459(7145): 423-7.
30 Clough SJ, Bent AF. Floral dip: A simplified method for Agrobacterium- mediated transformation of Arabidopsis thaliana. Plant J 1998; 16(6): 735-43.
31 Chen X. A microRNA as a translational repressor of APETALA2 in Arabidopsis flower development. Science 2004; 303(5666): 2022-5.
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